Die nicht-invasive Messung des Wechselstromwiderstandes zellbedeckter Filmelektroden, die auf dem Boden eines Zellkulturgefäßes aufgebracht sind, bildet die Basis für ein breit anwendbares experimentelles Verfahren zur zeitaufgelösten Untersuchung adhärenter Zellen in vitro. Die Palette der etablierten Anwendungen reicht von Zytotoxizitäts- und Wirkstoffstudien bis hin zur Messung der zellulären Motilität und darüber hinaus. Der Artikel beschreibt die Leistungsfähigkeit des Verfahrens am Beispiel einer Studie an G-Protein gekoppelten Rezeptoren (GPCRs).

Zell-basierte Assays in der biomedizinischen Forschung

Zell-basierte Assays erlangen eine immer größere Bedeutung bei der Suche nach neuen pharmazeutischen Wirkstoffen oder dem sensitiven Aufspüren der zytotoxischen Wirkung einer Substanz oder Substanzklasse [1]. Neben einer an der Fragestellung orientierten Zellkultur bedarf es dazu auch eines geeigneten Reportersystems, um die Antwort der Zelle während oder nach der Stimulation mit der zu testenden Substanz zu quantifizieren. Bei der Suche nach neuen Wirkstoffen wird dabei sehr häufig die Bindung der zu untersuchenden Substanz an ihren Zielrezeptor untersucht, der sich meistens auf der Zelloberfläche oder aber im Inneren der Zellen befindet. Alternativ lassen sich auch die mit der Rezeptoraktivierung verbundenen Signalwege innerhalb der Zelle, beispielsweise durch Messung bestimmter Enzymaktivitäten, als Indikator für eine Bindung zwischen Substanz und Rezeptor heranziehen. Es liegt in der Natur der Sache, dass die hierzu einzusetzenden Assays sehr spezifisch und im Allgemeinen nicht von einem Problem auf ein anderes übertragbar sind. Bei der Untersuchung der Zytotoxizität ist das weit weniger ausgeprägt, da der Nachweis der toxischen Reaktion über ein allgemeines „Todessignal" wie den Verlust der Membranintegrität oder die Reduktion der Zellatmung geführt werden kann. Hier kann häufig ein biochemischer Assay (z. B. LDH- oder MTT-Assay) auf eine Vielzahl von Fragestellungen angewandt werden, da das Zellsterben unspezifisch nachgewiesen wird.

Alle oben genannten und häufig verwendeten biochemischen Assays haben jedoch die Eigenart, dass sie im Allgemeinen aus praktischen und ökonomischen Gründen nur zu einem zuvor zu definierenden Zeitpunkt durchgeführt werden können (Endpunktassay).

Aus bioanalytischer Sicht bringt dies den Nachteil mit sich, dass die zeitliche Komponente der Zellreaktion nicht erfasst wird, die jedoch oft sensitive Details der zellulären Reaktion zu erkennen gibt. Um die Zellreaktion kontinuierlich zu beobachten sind jedoch nur nicht-invasive am besten label-freie Assays, die ohne eine in die Zellkultur einzubringende Reporter-Substanz auskommen, einsetzbar.

Impedimetrische Analyse einer Zellreaktion: label-frei, zeitaufgelöst, nicht-invasiv und vielseitig

Vor diesem Hintergrund treten physikalische Analyseverfahren zunehmend in den Fokus, die die Reaktion einer Zellpopulation auf einen gegebenen Stimulus zeitaufgelöst und ohne den kontaminierenden Einfluss einer Reportersubstanz detektieren können. Hier haben sich in den vergangenen Jahren neben mikroskopischen Assays einige weitere, aber nicht-abbildende optische Technologien herauskristallisiert, die zukünftig in dieser Hinsicht große Bedeutung erlangen könnten [2]. Bereits seit 25 Jahren ist dagegen die Messung des Wechselstromwiderstandes (Impedanz) als nicht-invasives, label-freies Verfahren zur zeitaufgelösten Untersuchung adhärenter Zellen beschrieben und in einer Vielzahl biomedizinischer Applikationsfelder etabliert [3]. Für die zugrunde liegende Technologie ist der Begriff Electric Cell-Substrate Impedance Sensing oder kurz ECIS eingeführt und in der Literatur referiert [4]. Das Verfahren basiert darauf, dass die im Assay eingesetzten Zellen auf einer Goldfilmelektrode kultiviert werden, die gemeinsam mit einer geeigneten Gegenelektrode auf den Boden eines herkömmlichen Kulturgefäßes aufgebracht wird (Abb. 1). Mehrere dieser Wells werden zu einem Array zusammengefasst, sodass bei den impedimetrischen Messungen eine entsprechende Anzahl von Proben parallel untersucht werden kann. Werden Zellen auf eine solche Elektrode ausgesät, erhöht sich nach kurzer Zeit die gemessene Impedanz im Vergleich zur zellfreien Elektrode durch das Anwachsen der Zellen auf der Elektrodenoberfläche. Der Grund für diese Impedanz-Zunahme liegt darin, dass sich die Zellkörper näherungsweise wie nicht-leitende Isolator-Partikel verhalten und den Strom zwingen, um die Zellkörper herumzufließen. Die Zellkörper werden gleichsam von dem betragsmäßig sehr geringen, elektrischen Strom umflossen. Der für den Stromfluss um die Zellen verbleibende Elektrolyt-Raum unter und zwischen den Zellen, der die gemessene Impedanz bestimmt, ändert sich unweigerlich mit jeder Änderung der Zellform und ist daran gekoppelt. Die hieraus resultierende Sensitivität des Verfahrens für Änderungen der Zellform begründet seine breite Anwendbarkeit und die vielen verschiedenen Assay-Formen, die sich auf Basis der ECIS-Technik entwickelt haben [5,6]. Denn nahezu alle Zellen reagieren auf chemische, biologische oder physikalische Reize zumindest mit kleinsten Änderungen der Zellform, die mit lichtmikroskopischen Techniken nur in seltenen, drastischen Fällen auflösbar sind. Die Kehrseite dieser breiten Anwendbarkeit und dieses nahezu universellen sensorischen Prinzips ist ein Mangel an Spezifität der bioanalytischen Information, die beispielsweise bei enzymatischen Assays von Natur aus gegeben ist. Dieser vermeintliche Mangel lässt sich aber durch eine geschickte Experimentführung und geeignete Kontrollexperimente weitgehend entschärfen, wie die breite und erfolgreiche Anwendung der ECIS-Technik in mehreren hundert Laboratorien dieser Welt belegt.