17.03.2016
ForschungUmwelt

Pharmazeutika im Wasser

Neue Methoden- und Verfahrensentwicklung zur Verbesserung der Nachweisgrenzen

  • Abb. 1: Extraktion einer Probe mit der SPME-Faser (Quelle: eigene Darstellung).Abb. 1: Extraktion einer Probe mit der SPME-Faser (Quelle: eigene Darstellung).
  • Abb. 1: Extraktion einer Probe mit der SPME-Faser (Quelle: eigene Darstellung).
  • Abb. 2: Ablauf des Sol-Gel-Prozesses (Quelle: eigene Darstellung).
  • Abb.3: Chromatogramme der GC-ECD Messungen der Derivate des Ibuprofens (grün) und Diclofenacs (blau); Konzentration 1 ng/mL. Der Verlauf des Blind (rot) ergibt sich aus der Messung von PFBBr ohne Analyt.
  • Abb. 4: GC-MS Chromatogramm von Bezafibrat (110 μg/ml, ohne Derivatisierung) gemessen in A) SIM und B) TIC Modus.
  • Abb. 5: Chromatogramm und MS-Spektrum von Ibuprofen in TIC Modus. Konzentration 5 μg/ml.
  • Tab. 1: Vorteile und Nachteile der am häufigsten verwendeten Extraktionsmethoden [8 ,9, 18].
  • Tab. 2: Zusammenstellung der Messergebnisse der unterschiedlichen Analysemethoden

Wasserverschmutzung ist ein globales Problem. Sowohl über den industriellen als auch über den landwirtschaftlichen Eintragspfad und über die Haushalte gelangen tausende verschiedene Substanzen in Gewässer. Einige davon werden als harmlos eingestuft, andere besitzen ökotoxische und toxische Eigenschaften, besonders hinsichtlich der Langzeitwirkung. Zu dieser Gruppe zählen unter anderem Arzneimittel und deren Abbauprodukte.

Die Wirkstoffe sind in allen Bereichen der aquatischen Umwelt, wie z. B. Oberflächen- und Grundwasser, sowie auch in Abwasser und Klärschlamm, nachweisbar. Je länger sie in der aquatischen Umwelt verbleiben, desto größer wird die Verdünnung und ein Nachweis der Stoffe ist mit den aktuell verwendeten Techniken nicht mehr möglich. Um die Auswirkungen bestimmter Substanzen und Substanzklassen auf das Ökosystem durch ökotoxikologische Analysen ermitteln zu können, ist es nötig, die analytischen Verfahren zu optimieren, um auch diese Substanzen in Minimalstkonzentrationen nachweisen zu können. Erst nach der Ermittlung der Konzentrationen kann eine Einstufung der Produkte hinsichtlich möglicher Folgen für das Ökosystem erfolgen und Transformationsprodukte beschrieben sowie gezielt ein Abbau, Adsorption und / oder eine Fixierungsreaktion in Klärprozessen implementiert werden. Da die Analyten in sehr geringen Konzentrationen nachgewiesen werden müssen, ist es nach dem aktuellen Stand der Technik bei der Probenvorbereitung notwendig eine Anreicherungstechnik einzusetzen. Um dies zu umgehen und die im online SPE-UHPLC-MS / MS Verfahren erhaltenen Nachweisgrenzen zu verbessern rückt die SPME-Technik (Festphasenmikroextraktion) in den Schwerpunkt der Forschung [1]. Die Vorteile der SPME-Methode liegen zum einen darin, dass sie für viele Substanzklassen und Matrizes einsetzbar ist. Zum anderen liefert sie, in Kombination mit GC-MS, eine gute Detektierbarkeit der Analyten sowie Strukturinformationen über die jeweils vorliegenden Substanzen. Des Weiteren handelt es sich um ein vergleichsweise (zu allen anderen Verfahren) kostengünstiges Verfahren, da die Genauigkeit der Messung und die Bestimmung der Konzentrationen von der passenden SPME-Faser abhängen.

Ein Nachrüsten am Gerät ist nicht erforderlich.

Wasserverschmutzung
Wasser wird sowohl durch organische als auch durch anorganische Substanzen verunreinigt. Aufgrund der geringen Konzentrationen einiger Substanzen im Wasser kann man diese erst seit der jüngeren Vergangenheit und der damit einhergehenden Verbesserung der Messgrenzen nachweisen [2]. Zu diesen Spurenstoffen, die zuvor nicht nachweisbar waren und möglicherweise schädlich sein können, gehören unter anderem Körperpflegeprodukte, Pflanzenschutzmittel, Pharmazeutika sowie deren Metabolite und Transformationsprodukte [3]. Diese organischen Verunreinigungen werden im englischen Sprachgebrauch oftmals als „emerging organic contaminants“ (EOC) bezeichnet. Arzneimitteln kommt in diesem Zusammenhang eine sehr wichtige Rolle zu, da sie im Allgemeinen nicht komplett vom Körper aufgenommen werden können. Die Wirkstoffe und Metabolite werden teilweise ausgeschieden und gelangen über das Abwasser in den Wasserkreislauf. So verlassen beispielweise 70 Prozent des Schmerzmittels Diclofenac den menschlichen Körper unverändert [4]. In den Reinigungsstufen der Kläranlage können diese aktuell noch nicht detailliert erfasst werden. Ihre Anwesenheit im Wasser kann eine potenzielle Gefahr für Menschen und Tiere darstellen. Beispielsweise kann Ethinylestradiol (EE2), der Wirkstoff in vielen Antibabypillen, die Feminisierung von Fischpopulationen verursachen [5, 6]. Zudem besteht ein zusätzliches Risiko durch die Interaktion von Chemikalien: einige Bestandteile des „Cocktails“, die als Einzelsubstanz als harmlos eingestuft werden, können im Gemisch (Öko-)Toxizität aufweisen [7]. Aus diesem Grund stellt die Bewertung deren Risiken der Umweltexposition durch Arzneimittel und ihren Metaboliten eine große Herausforderung dar.

Analyse von polaren, organischen Spurenstoffen
Wasser ist eine sehr komplexe Matrix, die eine unübersehbare Mischung anorganischer und organischer Substanzen mit unterschiedlichen Gehalten an Hauptinhaltsstoffen und Spurenstoffen enthält. Besonders schwierig ist die Analytik der polaren organischen Spurenstoffe, weil diese nur mit speziellen Extraktionstechniken aus der Wasserprobe abzutrennen sind. Es ist demnach notwendig, vor der Analyse eine adäquate Probenvorbereitung durchzuführen. Heutzutage ist Festphasenmikroextraktion (SPME) eine der wichtigsten Anreicherungs- und Extraktionsmethoden. Außer SPME gehört zu den häufigsten Probenvorbereitungsmethoden auch SPE (solid-phase extraction). Diese Methode hat die klassische LLE Methode (liquid-liquid extraction) ersetzt und ist aktuell die gebräuchlichste für die Arzneimittelanalytik [8]. SPE ermöglicht zugleich die Extraktion, Konzentration und Probenaufreinigung. Weitere wirksame Methoden zur Probenvorbereitung sind Stir Bar Sorptive Extraktion (SBSE), Membranextraktion (ME), Flüssigphasen-Mikroextraktion (LPME), unter Druck stehende Flüssigextraktion (PLE) und Hochdruckextraktion (SFE) [9]. Zwei der am meisten verwendeten und wichtigsten Verfahren in der Arzneimittelanalytik sind Gaschromatographie (GC) und Flüssigkeitschromatographie (LC).

LC ist die bevorzugte Technik für die Trennung von polaren organischen Stoffen und hat den Vorteil kürzerer Analysezeiten. Mittels GC kann man Verbindungen analysieren, welche sich unzerstört in Injektorkammern (Temperatur ca. 300 °C) verdampfen lassen. Aufgrund der Unterschiede der thermischen Stabilitäten verschiedener Substanzen können große, schwerflüchtige und thermolabile Moleküle nicht analysiert werden. Zum Teil lässt sich diese Einschränkung durch Derivatisierung (chemische Modifizierung der Analyten) überwinden. Mittels dieser Modifizierung ist es möglich, die Verbindungen gaschromatographisch zu trennen und somit detektierbar zu machen. Die häufigsten Derivatisierungsreaktionen für GC-Analysen sind Alkylierung, Acylierung und Silylierung [10]. Mittels Derivatisierung kann die Detektierbarkeit der Analyten erhöht werden. Beispielweise kann der ECD-Detektor (electron capture detector) zur hoch empfindlichen Analyse von Verbindungen mit Halogen- und Nitrosubstituenten verwendet werden [11].

Die am häufigsten verwendete Detektionstechnik bleibt jedoch die Massenspektrometrie, da sie detaillierte Informationen über die Struktur der Analyten liefern kann. Typischerweise finden MS-Detektoren gekoppelt mit GC oder LC u. a. in der Arzneimittelanalytik Anwendung. Dabei werden beispielsweise GC-MS, GC-MS/MS, LC-MS und LC/MS/MS verwendet [8,12]. Analysen von Medikamenten mittels UV- und Fluoreszenzdetektoren sind ebenfalls möglich, allerdings erfordern diese wiederum Derivatisierungsreaktionen, wobei häufig die UV-Methode nicht sensitiv genug ist [12]. Mittels vorhandenem GC-MS, HPLC-UV und GC-ECD war es innerhalb der Untersuchungen möglich die Testsubstanzen zu detektieren, jedoch sind Peakform und erreichte Nachweisgrenze nicht befriedigend. Um Bezafibrat zu analysieren ist eine Derivatisierung erforderlich, da es sehr langsam in der Injektorkammer verdampft. Als am besten geeignetes Derivatisierungsmittel für die Analysen hat sich Pentafluorbenzylbromid (PFBBr) herausgestellt. Es ermöglicht Analysen mittels GC-ECD und verbessert Nachweisgrenzen für GC-MS und HPLC-UV.

Festphasenmikroextraktion
Festphasenmikroextraktion (SPME) ist eine einfache, leistungsfähige Technik mit der sich Analyten zugleich anreichern und von der Umweltmatrix extrahieren lassen, um sie in aufkonzentrierter Form nachzuweisen. Diese Methode ist für viele Substanzklassen und Matrizes einsetzbar, da Extraktion und Desorption der Verbindungen einfach und schnell durchzuführen sind und dabei keine Lösungsmittel benötigt werden [13]. Das Grundprinzip der SPME basiert auf Adsorption (bzw. Absorption) von Analyten an einer beschichteten Quarzfaser (‚fused silica‘). Die Faser (Durchmesser: ca. 0,3 mm, Länge: ca. 15 mm) ist aufgrund ihrer geringen mechanischen Stabilität in eine Schutzkanüle eingebettet. Diese Faser ist mit einer dünnen Schicht Adsorbens überzogen. Typische SPME Phasen (Beschichtungen) sind Polydimethylsiloxan (PDMS), Carboxene und Polyacrylat (PA).

Bei der Wasseranalyse mittels SPME befindet sich die zu untersuchende Wassermenge in einem Glasgefäß mit Kunststoffdeckel (Abb. 1 A). Die Faser wird aus der Schutzkanüle durch den Deckel des Gefäßes geschoben und in die Flüssigkeit getaucht [B]. Die Analyten adsorbieren an der Faserbeschichtung bis die Gleichgewichtsbedingungen zwischen Festphase (Faser) und der Matrix (Wasserprobe) erreicht werden. Danach wird die Faser wieder zurück in die Kanüle gezogen [C] und auf den Injektionsblock für die GC-Analytik überführt [D]. In der Injektorkammer wird die Faser wieder herausgeschoben und Aufgrund der hohen Temperaturen desorbieren die Analyten. Nach Einstellung der Messbedingungen können die eingebrachten Verbindungen analysiert werden [14].

Sol-Gel Prozess
Die SPME-Faserbeschichtung kann in unterschiedlichen Prozessen hergestellt werden. Die verschiedenen Schritte, die erforderlich sind um die Beschichtung aufzubringen umfassen unter anderem: Eintauchen in die Lösung der aufzubringenden Substanzen, chemisches Pfropfen, elektrochemische Methoden, Flüssigphasen-Deponierung [15]. Eine weitere sehr wirksame Methode um die SPME-Faser herzustellen ist der Sol-Gel Prozess, der unter anderem von Malik et al. entwickelt wurde [16]. Der Sol-Gel-Prozess basiert auf der Hydrolyse der molekularen Vorstufe (rein anorganische und / oder anorganisch-organische Alkoxid-Verbindungen) und einer gleichzeitig stattfindenden Kondensationsreaktion. Durch diese Reaktionen entsteht eine kolloidale Dispersion, welche als Sol bezeichnet wird. Im Anschluss daran wird in einem Gelierungsprozess, durch weitere Verknüpfungen der Kolloide, ein fein vernetztes Polymer gebildet wird. Diese Phase wird als Gel bezeichnet. Nach der Entfernung des Lösungsmittels erhält man einen hochvernetzten Festkörper – Xerogel [15]. Werden Quarzfasern als Substrat in die Lösung getaucht und erst danach das Lösungsmittel verdampft, so erhält man die SPME-Faserbeschichtung bestehend aus dem anorganisch-organischen Hybridkieselgel (Abb. 2).

Der Sol-Gel-Prozess stellt eine vielversprechende Alternative zu konventionellen SPME-Beschichtungsverfahren dar, da er ihnen gegenüber eine Reihe wichtiger Vorteile besitzt [17]. Zu diesen Vorteilen gehören unter anderen Homogenität, Reinheit und Porosität des Materials sowie die milden Bedingungen der Reaktion (Temperaturen nahe Raumtemperatur). Des Weiteren ist der Prozess einfach kontrollierbar und die hergestellte Faserbeschichtung ist sehr stabil.

Material und Methoden
Chemikalien
Alle Chemikalien wurden in p. a. Qualität bezogen (Tab. 1).

Geräte
GC-MS
Die GC-MS-Analyse wurde mit einem Thermo Finnigan Trace GC Ultra mit Trace DSQ Sigle Quadrupol, die Trennung mit Hilfe einer DB-5ms Quarzglassäule (30 m x 0.25 mm x 0.25 mm) von Agilent durchgeführt. Helium (99,999 %, Linde, Pullach) wurde als Trägergas bei 1 mL/min verwendet. Die Injektionen wurden im Split-Modus 1:10 durchgeführt. Das Temperaturprogramm lief von 40 °C (5 min Halten) bis 320 °C (10 min Halten) mit 10 °C/min. Transferleitung und Injektor-Temperaturen wurden auf 320 °C und 250 °C eingestellt. Die Elektronenionisation wurde unter Vakuum bei 70eV durchgeführt. Alle Analysen wurden im TIC-Modus im Bereich m/z 50-650 und im SIM-Modus durchgeführt. Im SIM-Modus wurden folgende Ionen gemessen: 161 (Ibuprofen), 214 (Diclofenac) und 120 (Bezafibrat).

GC-ECD
Die GC-ECD Analyse wurde mit einem Varian Star 3400 CX mit Elektroneneinfangdetektor (Temperatur 350 °C) durchgeführt. Die Trennung wurde in einer DB-5ms Quarzglassäule (30 m x 0.25 mm x 0.25 mm) von Agilent durchgeführt. Stickstoff (99,999 %, Linde, Pullach) wurde als Trägergas bei 1 mL/min verwendet. Die Injektionen wurden im Split-Modus 1:10 durchgeführt. Das Temperaturprogramm lief von 40 °C (5 min Halten) bis 320 °C (10 min Halten) mit 10 °C/min. Die Injektortemperatur lag bei 250 °C.

HPLC-UV
Die HPLC-Analyse wurde mit einem LaChrom HPLC-System mit L-7420 UV/Vis-Detektor durchgeführt. Die Trennung wurde in einer Reprosil C18 Säule mit einer Partikelgröße 5 µm und Abmessungen 150 mm x 4 mm durchgeführt. Die mobile Phase war Methanol/Wasser (30/70) mit Ameisensäure (25 mM/L) versezt. Der Durchfluss lag bei 0,7 mL/Min. Die gesamte Analysezeit betrug 20 Minuten. Die Analyten wurden bei 230 nm detektiert.

Probenvorbereitung
Die Stammlösungen wurden in Acetonitril in Konzentration von 1mg/mL hergestellt. Anschließend wurde jede Lösung in Acetonitril verdünnt, um die erforderliche Konzentration für die Analyse oder Reaktion zu erhalten. Alle Lösungen wurden bei 5 °C in Glasgefäßen gelagert.

Derivatisierung
Die Derivatisierung wurde wie folgt durchgeführt: Die Lösung mit Analyten (500 µl) wurde unter einem leichten Luftstrom bis zur Trocknung abgedampft. Danach wurden 15 mg Na2CO3 und 1 ml PFBBr-Lösung in Aceton (50 µg/mL) zugefügt. Das Reaktionsgefäß wurde verschlossen und bei 60 °C für eine Stunde erwärmt. Danach wurde die Probe abgekühlt und zur Trocknung abgedampft. Anschließend wurden 1 ml von einer gesättigten Kochsalzlösung und 1 mL Acetonitril zugegeben. Die Probe wurde innerhalb von fünf Minuten ausgeschüttelt und die organische Phase (Acetonitril) analysiert.

Ergebnisse
Für Ibuprofen, Diclofenac und Bezafibrat wurden mittels GC-MS, GC-ECD und HPLC-UV Nachweisgrenzen bestimmt, um eine reproduzierbare Referenz für die Weiterentwicklung der Analytik im Bereich SPME zu erhalten. Die Analysen wurden sowohl für Verbindungen mit als auch ohne Derivatisierung durchgeführt. Die underivatisierten Verbindungen weisen bei jeder Messmethode schlechtere Nachweisgrenzen auf. Bei Messungen mittels HPLC-UV ohne Derivatisierung wurden Werte im Bereich von 2,5 µg/mL ermittelt, die verwendeten Derivate erreichten Werte bis 50 ng/mL.

Die GC-MS Analysen für die Ausgangsverbindungen und deren Derivate wurden im SIM- und TIC-Modus durchgeführt. Im SIM-Modus lässt sich im Vergleich zum TIC-Modus eine bis zu 100-fach geringere Nachweisgrenze erreichen. Eine GC-MS Analyse ohne Derivatisierung ist für Bezafibrat praktisch unmöglich. Der Peak ist sehr breit und man kann die Peakfläche nicht richtig integrieren. Die niedrigsten Nachweisgrenzen (1 ng/mL) konnten für Ibuprofen und Diclofenac mittels GC-ECD erreicht werden, nachdem die Derivatisierung mit PFBBr durchgeführt wurde.

Ausblick
Jede der untersuchten Methoden lässt sich hinsichtlich der Mess- und Reaktionsbedingungen optimieren. Aller Voraussicht nach ist eine Verbesserung der Nachweisgrenzen um das 10-fache möglich, sofern man die vorhandenen Methoden entsprechend optimiert. Um noch geringere Konzentrationen nachweisen zu können, werden aktuell zwei Anreicherungstechniken (SPE und SPME) in der AG Organische und Ökologische Chemie detailliert untersucht. Durch Optimierung dieser Methoden rechnen wir mit einer Verbesserung der Nachweisgrenze um Faktor 10 – 100. Die neu hergestellten Fasern werden hinsichtlich ihres Einflusses auf die Sensitivität und Selektivität der Analyse eingestuft.

Kooperationspartner bei der Entwicklung dieser Methode:

SAS Hagmann GmbH Horb am Neckar, finanziert wird das Projekt vom Bundeswirtschaftsministerium über ZIM-Projektmittel.

Autoren
Monika Stróżyńska, Carolin Hiller, Katrin Schuhen
Universität Koblenz-Landau, Institut für Umweltwissenschaften, AG Organische und Ökologische Chemie, Landau

Literatur
[1] Paula Paíga, Aleksandar Lolić, Floris Hellebuyck, Lúcia H. Santos, Cristina Delerue-Matos:  Development of a SPE–UHPLC–MS/MS methodology for the determination of non-steroidal anti-inflammatory and analgesic pharmaceuticals in seawater, Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 15, 106, (2015), DOI: 10.1016/j.jpba.2014.06.017

[2] Mira Petrovic, Susana Gonzalez, Damià Barceló: Analysis and removal of emerging contaminants in wastewater and drinking water, TrAC Trends in Analytical Chemistry, 22, 10, (2003), DOI: 10.1016/S0165-9936(03)01105-1

[3] D.J. Lapworth, N Baran, M. E. Stuart, R. S. Ward: Emerging organic contaminants in groundwater: A review of sources, fate and occurrence, Environmental Pollution, 163, (2012), DOI: 10.1016/j.envpol.2011.12.034

[4] Marc Meißner: Arzneimittel in der Umwelt: Natur als Medikamentendeponie, Deutsches Ärzteblatt, 105, 24, (2008)

[5] Klaus Kümmerer, Maximilian Hempel (Hg.): Green and Sustainable Pharmacy., 2, (2010)

[6] Melanie Y. Gross-Sorokin, Stephen D. Roast, Geoffrey C. Brighty:  Assessment of Feminization of Male Fish in English Rivers by the Environment Agency of England and Wales, Environmental Health Perspectives, 114, 1, (2005), DOI: 10.1289/ehp.8068

[7] Oliver A. Jones, John N. Lester, Nick Voulvoulis: Pharmaceuticals: a threat to drinking water?, Trends in Biotechnology, 23, 4, (2005), DOI: 10.1016/j.tibtech.2005.02.001

[8] Maria Kostopoulou, Anastasia Nikolaou: Analytical problems and the need for sample preparation in the determination of pharmaceuticals and their metabolites in aqueous environmental matrices, Trends in Analytical Chemistry, 27, 11, (2008), DOI: 10.1016/j.trac.2008.09.011

[9] Dragana M. Pavlović, Sandra Babić, Alka J. M. Horvat, Marija Kaštelan-Macan: Sample preparation in analysis of pharmaceuticals und Determination of pKa values of active pharmaceutical ingredients, Trends in Analytical Chemistry, 26, 11, (2007), DOI: 10.1016/j.trac.2007.09.010 und 10.1016/j.trac.2007.09.004 

[10] Neil D. Danielson, Patricia A. Gallagher, James J. Bao: Chemical Reagents and Derivatization Procedures in Drug Analysis, Encyclopedia of Analytical Chemistry, (2006), DOI: 10.1002/9780470027318.a1905.

[11] Daniel R. Knapp: Handbook of analytical derivatization reactions, (1979).

[12] Isabelle Robinson, Guillaume Junqua, Raymond van Coillie, Olivier Thomas: Trends in the detection of pharmaceutical products, and their impact and mitigation in water and wastewater in North America, Analytical and Bioanalytical Chemistry 2007, 387, 4, DOI: 10.1007/s00216-006-0951-y.

[13] Janusz Pawliszyn: Journal of Chromatography A., 873, 1, (2000)

[14] Heather Lord, Janusz Pawliszyn: Evolution of solid-phase microextraction technology, Journal of Chromatography A., 885, 1-2, (2000), DOI: 10.1016/S0021-9673(00)00535-5

[15] M. O. Aziz-Zanjani, A. Mehdinia, Microchim Acta., 181, 11-12, (2014)

[16] A. Malik, S. L. Chong, D. Wang, J. D. Hayes, B. W. Wilhite, Anal chem., 691, 19, (1997)

[17] Habib Bagheri, Hamed Piri-Moghadam, Tayebeh Ahdi: Role of precursors and coating polymers in sol–gel chemistry toward enhanced selectivity and efficiency in solid phase microextraction, Analytica Chimica Acta, 742, (2012), DOI: 10.1016/j.aca.2012.02.021

[18] Astrid Gjelstad, Stig Pedersen-Bjergaard: Perspective: Hollow fibre liquid-phase microextraction – principles, performance, applicability, and future directions, Scientia Chromatographica., 5, 3, (2013)

Kontakt
Jun.-Prof. Dr. Katrin Schuhen
Universität Koblenz-Landau
Institut für Umweltwissenschaften
AG Organische und Ökologische Chemie
Landau
schuhen@uni-landau.de

Weitere Beiträge zum Thema: http://www.git-labor.de/forschung/umwelt
Chemgapedia-Lerneinheit(en) zur SPME: http://www.chemgapedia.de/
Mehr Informationen zum Projekt Wasser 3.0: http://www.wasserdreinull.de/

Lebenslauf
Dr. Katrin Schuhen
ist seit 2012 Juniorprofessorin für Organische und Ökologische Chemie an der Universität Koblenz-Landau. Nach ihrer Promotion im Bereich Chemie (Heidelberg 2007), arbeitete sie fünf Jahre in der chemischen und medizintechnischen Industrie. Seither erforscht sie zusammen mit ihren Mitarbeitern anorganisch-organische Hybridmaterialien für die Anwendungen in der (Ab-)Wasserreinigung. 2015 wurde sie mit dem GreenTec Award in der Kategorie „Wasser und Abwasser“ ausgezeichnet und für den Zukunftspreis Pfalz nominiert.

Lebenslauf
B. Sc. Carolin Hiller
hat an der Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg und der University of North Carolina at Greensboro (USA) Biowissenschaften studiert. 2014 begann sie ihr Masterstudium der Biologie mit Schwerpunkt Ökologie an der Albert-Ludwigs-Universität Freiburg. Aktuell befindet sich zum Auslandsstudium an der Universität Uppsala (Schweden). Seit 2013 ist sie im Projekt Wasser 3.0 unter der Leitung von Frau Jun-.Prof. Dr. Katrin Schuhen beschäftigt.

Lebenslauf
M.Sc.(Eng.) Monika Stróżyńska
hat Chemische Technologie und Organische Chemie an der TU Posen (Polen) studiert. Schwerpunkte ihrer Masterarbeit lagen auf der Derivatisierung und der GC-MS Analyse von Fettsäuren. Seit November 2015 ist sie Doktorandin der AG Organische und Ökologische Chemie der Universität Koblenz-Landau und beschäftigt sich mit der Herstellung von neuen SPME Fasermaterialien und Analyseverfahren für Arzneimittel. Zusätzlich arbeitet sie in einem Speziallabor für analytische Chemie (SAS Hagmann). Dort ist sie für GC- und HPLC-Analysen zuständig.

Autor(en)

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